HEPL

Avoir suivi la formation théorique et pratique de la spécialisation.

Acquérir un savoir -faire par une participation active à des projets de recherche fondamentale ou appliquée ou à des mises au point , dans l'une ou l'autre discipline vue au cours de cette année complémentaire.

S'intégrer dans une équipe .

Les stages se déroulent dans des laboratoires universitaires ou d'industries biotechnologiques ou pharmaceutiques.

Rapport ; évaluation continue par le maître de stage .

Acquis théoriques et pratiques dans les matières de l'année en cours.

Notions d'anglais scientifique

Concrétiser et intégrer  les matières vues par diverses applications .

Savoir présenter un protocole expérimental et des résultats.

Lecture et exposés d'articles scientifiques en rapport avec les biotechnologies.

Participation à des conférences ou/et des séminaires organisés dans des laboratoires extérieurs.

Visites d'entreprises biotechnologiques et pharmaceutiques.

Bases de la physique expérimentale: mécanique newtonienne, électromagnétisme, les ondes.

Notions de différentielle et calcul intégral.

Compréhension et discussion des techniques instrumentales utilisées en biotechnologie.

Essentiellement les techniques spectroscopiques d’analyse instrumentale :

· Bases de l'analyse instrumentale.

· Spectroscopie de masse par TF.

· Spectroscopie infra-rouge par TF.

· Spectroscopie par résonance magnétique nucléaire.

· Spectroscopie de luminescence.

. Cristallographie des protéines par diffraction de rayons X

SKOOG D.A., HOLLER F.J & NIEMAN T.A., Principes d’analyse instrumentale, Ed. De Boeck Université.

ATKINS P.W., Chimie physique, Ed. De Boeck Université.

Visites

Connaissance des cellules procaryote et eucaryote, de leur physiologie, de leur biochimie.

Notions d'asepsie, préparation de solutions, microscopie.

Apprendre les techniques fondamentales de la culture cellulaire, de leurs avantages et inconvénients respectifs, afin d’avoir une idée des choix possibles lors de l'utilisation de cellules eucaryotes en culture.

Apprendre le travail stérile en hotte à flux laminaire ainsi que l'utilisation correcte des appareils utilisés (Incubateur à CO₂, étuve, four Pasteur, autoclave, tanks à azote liquide, microscope…)

Description des techniques les plus utilisées en culture de cellules eucaryotes en recherche ou en production (passages, entretien, trypsinisation, dénombrement, détection, coloration, etc.)

Une attention particulière est accordée aux moyens de prévention d'infection.

Les techniques de base de la culture cellulaire seront réalisées sur différents types de cellules ( obtention de cultures primaires, passage de cellules en suspension ou adhérentes, multiplication par trypsinisation, dénombrement, observation au microscope, congélation et décongélation des cellules).

Des techniques plus poussées pourront être aussi abordées comme la transfection de cellules avec un plasmide choisi, l'évaluation des cellules en apoptose, la culture d'explants cellulaires prélevés sur des fémurs de souris 

ADOLPHE M. et BARLOVATZ-MEINON G., Culture de cellules animales, méthodologie, applications, Ed. Inserm, 2003.

FRESHNEY R.I., Culture of animal cells. A manual Basic technique, Alan Riss Inc., New York, 2005.

Plant cell culture, a practical approach, Ed. By R.A.Dixon, 1995.

Cours de biologie moléculaire et d’introduction au génie génétique de 2ème année. 

Connaître les techniques de préparation, purification et analyse des acides nucléiques

Méthodes d’extraction et de purification.

Electrophorèse.

Techniques de marquage

Techniques et stratégies de séquençage.

Hybridation moléculaire : principes et applications diverses

Synthèse d’oligonucléotides et de gènes - Puces à DNA.

Amplification in vitro. Amplification en temps réel .

SAMBROOK J. et al., Molecular cloning, Cold Spring Harbor Lab. Press, 1989.

J. ETIENNE et E. Clauser , Biochimie génétique . Biologie Moléculaire, Masson, 2004

Cours de microbiologie, bactériologie, biologie, biochimie, chimie, mathématiques et physique des trois premières années.

Etre capable de maîtriser les techniques relatives à la manipulation de fermenteurs de différents volumes ainsi qu'à la production d'un produit fini de nature biotechnologique.

Fermentations:

Les fermenteurs, généralités (stérilisation, transfert d’oxygène, Kla, agitation)

Différents types de bioréacteurs

Les capteurs utilisés en fermentation, régulation et automatisation.

Les opérations en aval des fermentations ( séparation, purification, séchage…)

BOUDRANT, CORRIEU et COULET, Capteurs et Mesures en Biotechnologies, Tec & Doc. Lavoisier, 1994.

SCRIBAN R., Biotechnologie, Tec et Doc., Lavoisier, 1988.

FRERE J.-M. et GERDAY C., Les méthodes de purification et d'analyse des protéines, Masson, 1994.

Cours de biochimie, chimie, mathématiques et physique des trois premières années.

Savoir établir la stratégie générale de purification d’une protéine, élaborer, au vu des résultats obtenus après chaque étape, le protocole global de purification et cibler les techniques d'analyse de l'extrait protéique.

Purification de protéines:

Stratégies en purification de protéines.

Méthodes de détection et de caractérisation d'un extrait protéique.

Préparation d'un extrait brut: extraction, stabilisation et concentration.

Techniques d'électrophorèse.

Techniques de chromatographie.

Exercices sur support informatique ;

SCOPES R., Protein Purification : Principles and Practice, 3ème éd., Cantor, C.R. (ed.), Springer-Verlag, 1994.

FRERE J.-M. et GERDAY C., Les méthodes de purification et d'analyse des protéines, Masson, 1994.

Cours de biochimie générale

Connaître les différents processus enzymatiques.

Utilisation des enzymes en chimie organique, dans l'industrie et dans les produits quotidiens.

Maîtriser les différentes manipulations relatives à la production et à la purification d’une enzyme d’origine microbienne.

Savoir mettre au point les conditions de détermination des paramètres cinétiques d'un couple enzyme/substrat, déterminer ces paramètres cinétiques, étudier un phénomène d'inhibition et en déterminer les constantes cinétiques.

Propriétés générales des enzymes

Cinétique enzymatique

Inhibition

Influence des facteurs physico-chimiques

Les systèmes coopératifs

Les inactivateurs

Les cofacteurs

Les enzymes immobilisés

Laboratoire:

Première partie:

Production et purification de bêta -galactosidase d’ Escherichia coli en fermenteur de petitvolume.

Etude de l’importance de différents paramètres (population cellulaire, activité enzymatique, dosage des protéines…) intervenant dans la réussite de l’opération. Calculs de rendement de purification, de taux de croissance et de taux de prodcution.

Deuxième partie:

Mise au point des conditions expérimentales optimales pour l’étude enzymatique.

Détermination des paramètres cinétiques.

Etude d’un processus d'inhibition

Immobilisation d'une enzyme et réalisation d'une synthèse enzymatique .

STRYER L., Biochimie , Flammarion, Médecine -Sciences, 2008

FRERE J.M. , Cours d'Enzymologie, Université de Liège

WONG & WHITEDIDES, Enymes in synthetic organic chemistry, Tetrahedron Organic Chemistry Series, vol 12, Pergamon Press , 1995

DENEUVILLE F., Génie fermentaire, travaux pratiques, Ed. Doin, coll. Biosciences et techniques, France, 1991.

SCRIBAN R., Biotechnologie, coll. Tec.et Doc., Lavoisier, Paris, France, 1988.

THONART Ph., Cours de Microbiologie industrielle, Ulg.

Revues : « Pour la science », « La Recherche », et « Biofutur », différents articles.

Exercices

Cours de biologie moléculaire et introduction au génie génétique

Connaître les stratégies du génie génétique et leur utilisation.

Acquérir une expérience concrète et pratique des techniques de base du génie génétique.

Outils enzymatiques.

Vecteurs et stratégies de clonage (E. Coli, autres microorganismes, levures).

Construction de bibliothèques ( cDNA et génomique )

Synthèse de protéines recombinantes.

Mutagenèse dirigée.

Analyse des génomes .

Applications dans le diagnostic médical et médico-légal.

Thérapie génique.

Animaux et plantes transgéniques.

Laboratoire:

Extraction et purification des acides nucléiques.

Utilisation des enzymes de restriction.

Electrophorèse.

Construction de plasmide recombinant.

Transformation de cellules.

Analyses par hybridation.

Amplification in vitro.

SAMBROOK J. et al., Molecular cloning, Cold Spring Harbor Lab. Press, 1989.

PRIMROSE S. et al., Principes de Génie Génétique, Ed. de Boeck ,2004

LONCLE et al, Génie génétique, Ed. Doin, 1993.

Cours d’hématologie et d’immunologie des années précédentes

Situer la réponse immune (naturelle et spécifique) dans un contexte normal et quelques aspects pathologiques.

Savoir caractériser les cellules hématologiques et les typer.

Connaître les fonctions cellulaires : phagocytose, prolifération lymphoïde

Réponse immune naturelle.

Réponse immune spécifique.

Réponse inflammatoire.

Maturation et différenciation de la lignée B.

Maturation et différenciation de la lignée T.

Réponse cytotoxique à médiation cellulaire (spécifique et NK).

Production d’anticorps.

Greffes d’organes et greffes hématopoïétiques.

Cytokines.

Vaccination.

Laboratoire:

Microscopie fluorescente. Phagocytose.

Séparation de cellules. Centrifugation sur gradient de densité.

Test de transformation lymphoblastique (culture de cellules lymphoïdes).

Typage des cellules du sang périphérique (anticorps monoclonaux, cytométrie de flux).

Organes lymphoïdes.

Cultures de cellules d’organes lymphoïdes.

Mise en évidence d’antigènes cytoplasmiques.

Hybridomes.

Système HLA.

MALE, Immunologie. Aide-mémoire illustré, De Boeck Université, 2^ème éd.,1999.

Manuel Qualité et ouvrages de référence du laboratoire d'hématologie du CHU, ULg.

Les connaissances de base nécessaires à la compréhension du cours de microbiologie appliquée sont normalement acquises par l’étudiant qui a réussi les trois premières années. Celles-ci comprennent des notions vues au cours d’introduction à la microbiologie, de bactériologie, de biologie, biochimie, chimie, mathématiques et physique..

Cours théoriques et travaux pratiques de microbiologie, bactériologie, microbiologie appliquée et de techniques appliquées aux biotechnologies des trois premières années.

Utilisation d’un spectrophotomètre, d’une cellule à numération microscopique, dosages de protéines et enzymatiques.

Comprendre les notions relatives à la manipulation de fermenteurs de différents volumes ainsi qu'à la production d'un produit fini de nature biotechnologique.

Etre capable de maîtriser les différentes manipulations relatives à la production d'un produit de nature biotechnologique et connaître la mise en pratique de ces techniques à un stade industriel.

Introduction et historique de la microbiologie industrielle

Exemples actuels de productions de la microbiologie industrielle

Les microorganismes industriels ( caractéristiques et taxonomie)

La production d'aliments , de boissons , de vaccins ...

La croissance microbienne (bilans, mesures et dynamique)

Optimisations des productions biotechnologiques

Laboratoire:

Production d'une souche d'E.coli dans différentes conditions de fermentation ( substrats, aérobiose/ anaérobiose, fermenteur, fiole,) et suivi des métabolites secondaires notamment en vue de la purification de la beta- galactosidase (  laboratoires d'enzymologie )

Etude de l'importance de différents paramètres (population cellulaire, concentrations en substrat, densité,...) intervenant dans la réussite de l'opération. Exploitation des capteurs de mesure directe et indirecte et des techniques analytiques de chromatographie liquide et gazeuse . Calcul du Kla.

LARPENT-GOURGAUD M. et SANGLIER J.J., Biotechnologies, Principes et Méthodes, Ed. Doin, Coll. Biosciences et Techniques, 1992.

PRESCOTT, HARLEY et KLEIN, Microbiologie, Ed. De Boeck Université, 1995.

SCRIBAN R., Biotechnologie, Coll. Tec et Doc., Lavoisier, 1988.

THONART P., Cours de Microbiologie Industrielle, ULg.

BOURDRANT, CORRIEU et COULET, CAPTEURS ET MESURES EN BIOTECHNOLOGIE (1994), Ed. Tec & Doc, Lavoisier.

R. D. SCHMID (2005), Atlas de poche de BIOTECHNOLOGIE et de GENIE GENETIQUE, Ed. FLAMMARION

DENEUVILLE F., Génie Fermentaire, Travaux Pratiques, Ed. Doin, Coll. Biosciences et Techniques, 1991.

Mc NEIL B. et HARVEY L.M., Fermentation, a Practical approach, Oxford Univ. Press, 1990. Revues "Pour la Science", "La Recherche" et "Biofutur", différents articles

www.genie-bio.ac-versailles.fr/ressources/ressources.htm

. Connaissances de base de l'ordinateur et de la navigation sur Internet.

. Connaissances de base en génétique (organisation génétique des acides nucléiques, différences eucaryotes/procaryotes, processus de transcription et de traduction, ...) et en biologie moléculaire ( PCR, enzymes de restriction, clonage, production, séquençage,...)

Connaissance pratique des outils les plus courants de bioinformatique librement accessibles sur Internet, nécessaires aux techniques classiques de biologie moléculaire utilisées en laboratoire

. Interrogation des bases de données (bibliographie, gènes, protéines).

. Alignement de séquences, recherche d'homologies.

. Synthèse d'oligonucléotides, cartes de restriction, ....

. Phylogénie.

. Structures tertiaires des protéines.

. Technique des microarrays.